L’infection par Giardia lamblia est l’une des causes les plus courantes de maladies diarrhéiques dans le monde (22). Ce protozoaire pathogène colonise l’intestin grêle et peut se fixer à l’épithélium mais n’envahit pas la muqueuse. Les infections sont normalement autolimitées, car les hôtes immunocompétents peuvent contrôler et généralement éradiquer G. lamblia, un processus qui implique les cellules T CD4 et la génération d’immunoglobuline A (IgA) sécrétoire et d’autres effecteurs mal compris (6, 8, 9, 18). Malgré les symptômes cliniques souvent graves, diarrhée, douleurs abdominales, malabsorption et perte de poids, l’infection ne s’accompagne pas d’une inflammation significative des muqueuses (12). Ces observations suggèrent que les médiateurs inflammatoires pourraient ne pas être importants pour la diarrhée induite par le parasite, bien que les mécanismes régissant la diarrhée dans la giardiase soient mal compris. Il n’a pas été démontré que la Giardia libère des entérotoxines qui pourraient expliquer la perturbation de l’absorption ou de la sécrétion des liquides intestinaux. Une réduction de la surface d’absorption due à une perte des microvillosités épithéliales se produit lors de l’infection par Giardia chez la souris (16), ce qui pourrait conduire à une diarrhée d’origine osmotique associée à une malabsorption, mais la réduction absolue de la surface est modeste par rapport à la réserve anatomique prévue de l’intestin grêle. Les humains infectés par G. lamblia présentent des signes d’hypermotilité intestinale à l’examen radiologique (15), un phénomène également observé chez les gerbilles de Mongolie infectées expérimentalement (5). Les mécanismes sous-jacents et la signification fonctionnelle de ces résultats ne sont pas encore clairs. Par conséquent, l’objectif de la présente étude était de tester l’hypothèse selon laquelle l’hypermotilité intestinale représente un mécanisme de défense de l’hôte contre Giardia, en utilisant des modèles murins de giardiase.

Les souris adultes C57BL/6, SCID et déficientes en oxyde nitrique synthase neuronale (nNOS) ont été obtenues auprès du Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME). Pour les infections par Giardia muris, les kystes ont été purifiés par flottation du saccharose, comptés dans un hémocytomètre sous un microscope à contraste de phase, et administrés par gavage oral dans de l’eau à raison de 104 kystes/souris dans 0,2 ml (9). Pour les infections à G. lamblia, des trophozoïtes de la souche GS/M (ATCC 50580) (11) ont été cultivés dans le milieu TYIS-33 et administrés par gavage oral à 107/souris dans 0,2 ml du même milieu (9). La motilité du petit intestin a été déterminée par une méthode modifiée de repas test. Les souris ont été mises à jeun pendant une nuit et ont reçu 0,2 ml d’une suspension de 106 billes de polystyrène fluorescentes (microsphères de carboxylate Fluoresbrite YG de 10μm de diamètre ; Polysciences, Inc., Warrington, PA) (19) et de 6 % de colorant carmin dans 5 % de gomme arabique dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). Après 20 minutes, l’intestin grêle a été retiré rapidement, et la position du front du colorant carmin et la longueur totale de l’intestin grêle ont été enregistrées. L’intestin a ensuite été divisé en huit morceaux de taille égale, chacun étant ouvert longitudinalement, placé dans 2 ml de PBS, et refroidi sur glace pendant 10 minutes. Les mélanges ont été secoués vigoureusement pour détacher les trophozoïtes et les billes, qui ont ensuite été comptés séparément à l’aide de microscopes à contraste de phase et à fluorescence, respectivement. La distance parcourue par le front de colorant carmin a été exprimée en pourcentage de la longueur totale de l’intestin grêle. Le nombre de billes par segment a été exprimé en pourcentage du nombre total de billes dans l’intestin grêle. Pour évaluer les conséquences de l’inhibition de la motilité de l’intestin grêle sur la clairance giardique, les souris ont d’abord été infectées par voie orale avec G. muris ou G. lamblia GS/M et traitées par gavage oral tous les deux jours, à partir du 7e jour ou du 4e jour, respectivement, avec 30 mg/kg de lopéramide ou avec du PBS comme contrôle. Le nombre de trophozoïtes du petit intestin a été déterminé au jour 21 pour G. muris et au jour 9 pour G. lamblia.

Pour déterminer si les souris adultes normales sont un modèle approprié pour étudier le rôle de la motilité intestinale dans le contrôle de l’infection giardique, nous avons infecté des souris C57BL/6 âgées de 8 à 10 semaines avec des kystes de l’agent pathogène murin naturel G. muris. La motilité du petit intestin a été déterminée par une méthode de repas test, en utilisant le colorant carmin comme marqueur de phase liquide (14) et des billes de polystyrène de 10-μm comme marqueur de particules de taille comparable aux trophozoïtes de Giardia (19). L’infection par G. muris a accéléré le transit de l’intestin grêle, puisque les fronts du colorant carmin (Fig. (Fig.1A)1A) et des billes de polystyrène (Fig. (Fig.1B)1B) avaient voyagé significativement plus loin chez les souris infectées que chez les témoins non infectés. Une analyse de l’évolution temporelle de ce phénomène a révélé que l’hypermotilité s’est produite dans la semaine suivant l’infection, mais qu’elle a atteint son maximum entre 2 et 3 semaines, à un moment où le nombre de trophozoïtes était réduit par rapport au nombre de trophozoïtes au moment de l’infection maximale, à 1 semaine (Fig. (Fig.1A).1A). Ainsi, les changements maximaux de la motilité du petit intestin ont été retardés par rapport au pic de la charge trophozoïte, ce qui suggère que ces changements peuvent être causés par un mécanisme autre que la stimulation giardique directe.

Cette constatation rappelle les rapports sur la perte de microvillosités épithéliales intestinales induite par Giardia dans lesquels la réponse immunitaire adaptative de l’hôte a été jugée responsable (16, 17). Pour évaluer si des mécanismes similaires peuvent être impliqués dans l’hypermotilité de l’intestin grêle, nous avons évalué des souris présentant une immunodéficience combinée sévère (souris SCID). Ces souris sont dépourvues de cellules T et B fonctionnelles en raison d’un défaut de la sous-unité catalytique de la protéine kinase ADN-dépendante, PRKDC, qui est nécessaire à la recombinaison V(D)J normale, et ne peuvent pas éradiquer Giardia (9, 18). L’infection par G. muris de souris SCID n’a pas modifié le transit intestinal grêle, ce qui contraste fortement avec les observations faites chez les témoins immunocompétents (Fig. (Fig.2).2). Ces résultats indiquent que l’hypermotilité du petit intestin associée à la giardiase dépendait de l’induction d’une réponse immunitaire adaptative normale à l’agent pathogène.

Pour vérifier si l’hypermotilité du petit intestin observée contribue à la clairance de Giardia, nous avons traité les souris avec du lopéramide, un médicament qui inhibe le transit intestinal en activant les récepteurs μ-opioïdes dans le tractus gastro-intestinal (2, 13, 21). Le traitement médicamenteux a été commencé au moment du pic d’infection par G. muris (jour 7) afin de s’assurer que les changements de la motilité induits pharmacologiquement n’interfèrent pas avec l’établissement initial de l’infection. L’inhibition de la motilité de l’intestin grêle par le lopéramide a considérablement compromis la clairance giardique, le nombre de trophozoïtes étant 25 fois plus élevé chez les souris traitées au lopéramide que chez les témoins traités au PBS à 21 jours (Fig. (Fig.3).3). Le traitement au lopéramide n’a pas eu d’effet sur le développement de l’immunité adaptative, puisque les titres d’IgA antigiardiques dans les sécrétions de la muqueuse intestinale n’ont pas été affectés par le traitement (données non présentées). En outre, cette stratégie expérimentale a révélé un effet inhibiteur similaire sur l’infection murine par G. lamblia GS/M, un agent pathogène giardique humain qui peut infecter des souris adultes normales (3, 9). Les souris traitées au PBS avaient largement éliminé l’infection au bout de 9 jours, tandis que les souris traitées au lopéramide à partir du quatrième jour continuaient à présenter un nombre important de trophozoïtes de G. lamblia dans l’intestin grêle (Fig. (Fig.3).3). Ainsi, l’inhibition de la motilité de l’intestin grêle a compromis la clairance de Giardia chez l’hôte murin, quelle que soit l’espèce giardienne. Comme approche supplémentaire pour déterminer l’importance de la motilité intestinale dans la défense de l’hôte contre la Giardia, nous avons utilisé une approche génétique dans laquelle la perturbation du gène de la nNOS interfère avec la propulsion efficace dans l’intestin chez les souris (20). L’analyse de la motilité a confirmé que les souris déficientes en nNOS présentaient un retard constitutif du transit gastro-intestinal par rapport à leurs congénères de type sauvage (Fig. (Fig.4A).4A). Parallèlement, les souris déficientes n’ont pas réussi à éliminer normalement l’infection par G. lamblia (Fig. (Fig.4B).4B). Ainsi, en utilisant des approches pharmacologiques et génétiques, nous avons constaté que la diminution de la motilité intestinale était associée à une déficience de la défense de l’hôte contre Giardia.

Notre étude montre que l’hypermotilité intestinale est une défense importante de l’hôte contre Giardia, une conclusion également atteinte dans un autre rapport récent (10). Cette défense semble dépendre du développement d’une réponse immunitaire adaptative normale contre le parasite, car elle ne se produit pas chez les souris dépourvues de cellules T et B, bien qu’il soit possible, en principe, que les cellules T ou B contribuent à l’hypermotilité indépendamment de leur rôle dans l’immunité adaptative anti-giardia. L’hypermotilité immunodépendante intervient dans la défense de l’hôte contre d’autres parasites entériques, en particulier les helminthes. Par exemple, l’éradication du ver rond Trichinella spiralis, qui passe une partie importante de son cycle de vie dans l’intestin grêle, est fortement corrélée à une augmentation de la motilité intestinale (4, 23). De même, l’expulsion de l’ankylostome Nippostrongylus brasiliensis chez le rat est accompagnée d’une hypermotilité de l’intestin grêle, ce qui suggère un rôle dans la défense de l’hôte contre cet helminthe (7). Le point commun de tous ces agents pathogènes entériques est leur localisation primaire, voire exclusive, dans la lumière intestinale. D’un point de vue anatomique, ce site d’infection est situé en dehors de l’organisme proprement dit tapissé d’épithélium et n’est donc pas facilement accessible à de nombreuses cellules et molécules effectrices du système immunitaire, telles que les neutrophiles ou le complément, qui opèrent efficacement à l’intérieur de l’organisme. En fait, une défense antimicrobienne efficace dans la lumière intestinale constitue un défi particulier pour l’hôte, qui dispose d’un répertoire limité de défenses à cet endroit. Parmi celles-ci, l’IgA sécrétoire est communément considérée comme un mécanisme de défense luminal de premier ordre, mais son importance réelle dans la clairance giardique semble être variable et peut dépendre de facteurs mal définis liés à l’hôte et au parasite (6, 9, 18). Nos données et des travaux antérieurs avec des helminthes (4, 23) indiquent que l’hypermotilité intestinale est un autre mécanisme de défense important contre la colonisation de la lumière intestinale.

L’hypermotilité dépendante des immunités peut fournir une explication mécanistique pour la diarrhée associée à la giardiase, comme indiqué dans des rapports antérieurs (5, 15). En principe, la diarrhée peut être causée par une diminution de l’absorption des fluides ou une augmentation de la sécrétion ou une combinaison de ces deux mécanismes. Il existe peu de preuves de l’augmentation de la sécrétion d’ions et de liquides dans la giardiase, ce qui fait que l’absorption de liquides est la cause probable. On peut s’attendre à ce qu’un temps de contact plus court avec les fluides luminaux, qui peuvent être ingérés ou provenir des sécrétions gastriques ou pancréatiques, compromette l’efficacité du transport des ions à travers l’épithélium, en particulier lorsque l’hypermotilité est associée à la perte signalée de surfaces épithéliales absorbantes (16). Il faut cependant noter que les souris ne présentent pas de diarrhée franche lors d’une infection par Giardia. Néanmoins, il est possible qu’un déséquilibre des fluides intestinaux se produise chez les hôtes humains et animaux et qu’il reste compensé chez la souris mais pas chez l’homme. Si l’hypermotilité contribue effectivement à la pathogenèse de la diarrhée, notre constatation que les souris SCID ne présentent pas d’hypermotilité induite par Giardia impliquerait que les patients présentant des immunodéficiences cellulaires associées à une susceptibilité accrue aux infections à Giardia (par exemple, l’immunodéficience variable chronique) sont moins susceptibles de développer une diarrhée associée à l’infection. En outre, nos résultats suggèrent que la prudence est de mise lorsqu’on envisage d’utiliser des inhibiteurs de la motilité intestinale dans le traitement de la diarrhée induite par Giardia (1), car un tel traitement peut prolonger l’infection sous-jacente.