Caractéristiques distinctives

L’extrémité 5′ du génome possède une coiffe de type I (m7GpppAmp) non observée chez les virus des autres genres. La plupart des flavivirus sont transmis à des hôtes vertébrés par des arthropodes vecteurs, moustiques ou tiques, dans lesquels ils se répliquent activement. Certains flavivirus se transmettent entre rongeurs ou chauves-souris sans vecteurs arthropodes connus.

Virion

Morphologie

Les virions ont un diamètre de 50 nm et une forme sphérique (figure 1.Flavivirus). On peut distinguer deux formes de virus. Les virions matures contiennent deux protéines associées à la membrane codées par le virus, E et M. Les virions immatures intracellulaires contiennent le précurseur prM, qui est clivé protéolytiquement en M pendant la maturation (Stadler et al., 1997). Dans certains cas, des formes partiellement matures/immatures sont également libérées par les cellules infectées. La structure des virions du virus de la dengue (DENV) et du virus du Nil occidental (WNV) a été déterminée par cristallographie aux rayons X (Kuhn et al., 2002, Mukhopadhyay et al., 2003). La protéine d’enveloppe, E, est une molécule dimérique en forme de bâtonnet qui est orientée parallèlement à la membrane et ne forme pas de projections en forme de pointes dans sa conformation à pH neutre (Yu et al., 2008). Les reconstructions d’images à partir de micrographies cryo-électroniques (Figure 1.Flavivirus) ont montré que l’enveloppe du virion présente une symétrie icosaédrique, dans laquelle les dimères de la protéine E sont organisés en chevrons.

Propriétés physico-chimiques et physiques

La Mr du virion n’a pas été déterminée avec précision. Les virions matures sédimentent à environ 200S et ont une densité flottante d’environ 1,19 g cm-3 dans le saccharose (Kokorev et al., 1976). Les virus sont stables à un pH légèrement alcalin de 8,0 mais sont facilement inactivés par une exposition à un pH acide, à des températures supérieures à 40 °C, à des solvants organiques, à des détergents, à la lumière ultraviolette et à l’irradiation gamma.

Acide nucléique

L’ARN du virion des flavivirus est un ARNs infectieux positif de 9,2 à 11,0 kb. L’extrémité 5′ du génome possède une coiffe de type I (m-7GpppAmp) où le A est suivi d’un nucléotide G hautement conservé. Les extrémités 3′ sont dépourvues de tractus poly(A) terminal et se terminent par le dinucléotide CU conservé.

Protéines

Les virions contiennent trois protéines de structure : la capside (C, 11 kDa), la protéine majeure d’enveloppe (E, 50 kDa), , et soit prM (26 kDa), dans les virions immatures, soit M (8 kDa), dans les virions matures. La protéine E est l’hémagglutinine virale, qui assure à la fois la liaison avec le récepteur et l’activité de fusion dépendante du pH acide après absorption par endocytose médiée par le récepteur. Sept protéines non structurelles sont synthétisées dans les cellules infectées : NS1 (46 kDa), NS2A (22 kDa), NS2B (14 kDa), NS3 (70 kDa), NS4A (16 kDa), NS4B (27 kDa) et NS5 (103 kDa). Certains membres du genre abritent des séquences qui semblent inciter une partie des ribosomes en cours de traduction à se déplacer de 1 nt et à poursuivre la traduction dans le nouveau cadre de lecture pour produire une protéine de fusion  » transframe  » (Firth et Atkins 2009). Lorsqu’il est utilisé de manière fonctionnelle, ce phénomène est appelé décalage de cadre ribosomal programmé-1 (-1 PRF). La NS1 a de multiples formes et rôles, avec une forme associée aux cellules fonctionnant dans la réplication de l’ARN viral et une forme sécrétée qui régule l’activation du complément. L’une de ces formes, une protéine NS1′, est le produit d’un décalage de cadre ribosomal -1 et joue un rôle dans la neuro-invasivité virale (Melian et al., 2010). Le tiers N-terminal de la NS1 forme avec la NS2B le complexe viral de sérine protéase qui participe à la transformation de la polyprotéine. La partie C-terminale de NS3 contient un domaine ARN hélicase impliqué dans la réplication de l’ARN, ainsi qu’une activité ARN triphosphatase qui est probablement impliquée dans la formation de la structure de la coiffe 5′-terminale de l’ARN viral. NS5 est la protéine la plus grande et la plus hautement conservée qui agit comme la RdRP virale et possède également une activité méthyltransférase impliquée dans la modification de la structure de la coiffe virale.

Lipides

Les virions contiennent environ 17% de lipides en poids ; les lipides sont dérivés des membranes des cellules hôtes.

Carbohydrates

Les virions contiennent environ 9% de glucides en poids (glycolipides, glycoprotéines) ; leur composition et leur structure dépendent de la cellule hôte (vertébré ou arthropode). Des sites de N-glycosylation sont présents dans les protéines prM (1 à 3 sites), E (0 à 2 sites) et NS1 (1 à 3 sites).

Organisation du génome et réplication

L’ARN génomique représente le seul ARN messager viral dans les cellules infectées. Il est constitué d’un seul long ORF de plus de 10 000 nt qui code pour toutes les protéines structurelles et non structurelles et est flanqué de RCN aux extrémités 5′- et 3′-terminales (Figure 2.Flavivirus).

La 5′-NCR et la 3′-NCR contiennent toutes deux des motifs de séquence d’ARN qui sont impliqués dans la traduction, la réplication et éventuellement l’emballage de l’ARN viral. Bien que la structure secondaire de l’ARN et la fonction de certains éléments soient conservées, la composition des séquences, leur longueur et leur localisation exacte peuvent varier considérablement entre les différents membres du genre, en particulier entre les flavivirus transmis par les tiques et ceux transmis par les moustiques. Dans certains cas, le 3′-NCR du virus de l’encéphalite à tiques, par exemple, contient un tractus poly(A) interne. L’infection virale induit des réarrangements spectaculaires des structures membranaires cellulaires au sein du réticulum endoplasmique (RE) périnucléaire et provoque la formation de paquets vésiculaires dérivés du RE qui représentent très probablement les sites de réplication virale. Après la traduction de l’ARN génomique entrant, la réplication de l’ARN commence par la synthèse de brins négatifs complémentaires, qui sont ensuite utilisés comme modèles pour produire des molécules supplémentaires de longueur génomique à brins positifs. Celles-ci sont synthétisées par un mécanisme semi-conservateur impliquant des intermédiaires réplicatifs (contenant des régions double-brin ainsi que des molécules simple-brin naissantes) et des formes réplicatives (molécules d’ARN duplex). La traduction commence généralement à la première AUG de l’ORF, mais peut également se produire à une deuxième AUG dans le cadre, située 12 à 14 codons en aval chez les flavivirus transmis par les moustiques. La polyprotéine est traitée par des protéases cellulaires et la sérine-protéase virale NS2B-NS3 pour donner naissance aux protéines matures structurelles et non structurelles. La topologie des protéines par rapport au RE et au cytoplasme est déterminée par des séquences internes de signal et de transfert stop. Les particules virales peuvent d’abord être observées dans le réticulum endoplasmique rugueux, qui est considéré comme le site d’assemblage du virus. Ces virions immatures sont ensuite transportés par les systèmes membranaires de la voie sécrétoire de l’hôte jusqu’à la surface cellulaire où se produit l’exocytose. Peu avant la libération des virions, la protéine prM est clivée par la furine ou une protéase cellulaire de type furine pour générer des virions matures. Les cellules infectées libèrent également une particule subvirale non infectieuse qui a un coefficient de sédimentation plus faible que le virus entier (70S plutôt que 200S) et présente une activité d’hémagglutination.

Biologie

Gamme d’hôtes

Les flavivirus peuvent infecter une variété d’espèces vertébrées et dans de nombreux cas des arthropodes. Certains virus ont une gamme d’hôtes vertébrés limitée (par exemple, uniquement les primates), tandis que d’autres peuvent infecter et se répliquer chez une grande variété d’espèces (mammifères, oiseaux, etc.). La voie habituelle d’infection pour les arthropodes est lorsqu’ils se nourrissent d’un hôte vertébré virémique, mais une transmission non virémique entre vecteurs a également été décrite pour les flavivirus transmis par les tiques. Un nouveau groupe de virus non classifiés du genre, dont le virus de l’agent de fusion cellulaire, semble n’infecter que les moustiques, et plusieurs autres flavivirus hautement distincts génétiquement et réservés aux insectes ont maintenant été identifiés (Blitvich et Firth 2015).

Transmission

La plupart des flavivirus sont des virus transmis par les arthropodes avec des cycles de transmission des vecteurs arthropodes hématophages aux hôtes vertébrés. Environ 50% des flavivirus connus sont transmis par les moustiques, 28% sont transmis par les tiques et le reste se transmet entre rongeurs ou entre chauves-souris sans vecteurs arthropodes connus. Pour certains flavivirus, le cycle de transmission n’a pas encore été identifié. Dans certains cas, les flavivirus peuvent être transmis à l’homme par des produits sanguins, des transplantations d’organes, du lait non pasteurisé ou des aérosols. Certains flavivirus transmis par les tiques sont connus pour être transmis directement entre les tiques par un processus connu sous le nom de transmission non virémique. Chez les arthropodes vecteurs, les virus peuvent également être transmis de manière transovarienne ou verticale (moustiques, tiques) et transstradienne (tiques). Les mécanismes de transmission virale impliquant les flavivirus réservés aux insectes peuvent inclure la transmission verticale, mais d’autres mécanismes doivent être pris en compte pour expliquer le succès avec lequel ces virus se sont dispersés à l’échelle mondiale.

Distribution géographique

Les flavivirus ont une distribution mondiale mais les espèces individuelles sont limitées à des zones endémiques ou épidémiques spécifiques (ex, virus de la fièvre jaune dans les régions tropicales et subtropicales d’Afrique et d’Amérique du Sud ; virus de la dengue dans les régions tropicales d’Asie, d’Océanie, d’Afrique, d’Australie et des Amériques ; virus de l’encéphalite japonaise en Asie du Sud-Est ; virus de l’encéphalite à tiques en Europe et en Asie du Nord).

Pathogénicité

Plus de 50% des flavivirus connus ont été associés à des maladies humaines, y compris de nombreux agents pathogènes humains importants tels que le virus de la fièvre jaune, le virus de la dengue, le virus Zika, le virus de l’encéphalite japonaise, le virus du Nil occidental et le virus de l’encéphalite à tiques. Les maladies induites peuvent être associées à des symptômes du système nerveux central (par exemple, méningite, encéphalite), de la fièvre, des arthralgies, des éruptions cutanées et une fièvre hémorragique. Plusieurs flavivirus sont pathogènes pour les animaux domestiques ou sauvages (dinde, porc, cheval, mouton, chien, tétras, rat musqué) et provoquent des maladies économiquement importantes.

Antigénicité

Tous les flavivirus sont sérologiquement apparentés, ce qui peut être démontré par des tests de liaison tels que l’ELISA et par l’inhibition de l’hémagglutination en utilisant des anticorps polyclonaux et monoclonaux. Les tests de neutralisation sont plus discriminants et ont été utilisés pour identifier des sérocomplexes de Flavivirus plus étroitement liés (comme indiqué dans la figure 1.Flaviviridae), mais pas jusqu’au niveau de l’espèce. La protéine d’enveloppe E est la principale cible des anticorps neutralisants et induit une immunité protectrice. La protéine E induit également des anticorps non-neutralisants à réaction croisée avec les flavivirus. Les sites antigéniques impliqués dans la neutralisation ont été cartographiés dans chacun des trois domaines structurels de la protéine E. Les protéines prM et NS1 peuvent également induire des anticorps qui protègent les animaux infectés contre une infection létale.

Critères de démarcation des espèces

Les critères de démarcation des espèces dans le genre comprennent :

• Données de séquences de nucléotides et d’acides aminés déduits.
• Caractéristiques antigéniques.
• Association géographique.
• Association vectorielle.
• Association d’hôtes.
• Association de maladies.
• Caractéristiques écologiques.

La démarcation des espèces considère une combinaison de chacun des critères énumérés ci-dessus. Si la parenté des séquences nucléotidiques et les phylogénies qui en résultent sont des critères importants pour la démarcation des espèces, les autres critères énumérés peuvent être particulièrement utiles pour la démarcation de virus génétiquement très proches. Par exemple, les souches extrême-orientales (FE) du virus de l’encéphalite à tiques présentent des différences écologiques distinctes par rapport au virus de la fièvre hémorragique d’Omsk, malgré le fait qu’elles soient génétiquement relativement proches. Les souches FE du virus de l’encéphalite à tiques sont associées principalement aux tiques Ixodes persulcatus dans les environnements forestiers de l’extrême-est de la Russie, tandis que le virus de la fièvre hémorragique d’Omsk se trouve dans les régions de la steppe de la Sibérie occidentale, associé en particulier à Dermacentor spp. et, dans une moindre mesure, à Ixodes spp. Ces virus sont également distincts sur le plan antigénique dans les tests de neutralisation qui utilisent des sérums de convalescents.

Le virus de la maladie du loup et le virus de l’encéphalite à tiques fournissent un autre exemple de virus où, malgré leurs relations génétiques étroites et leurs gammes d’hôtes similaires, ils présentent des écologies (landes contre forêts), des pathogénicités (tétras roux, moutons/chèvres contre humains) et des distributions géographiques (Royaume-Uni contre Europe/Eurasie) différentes, justifiant ainsi leur classification comme membres d’espèces distinctes, le virus de la maladie du loup et le virus de l’encéphalite à tiques.

En revanche, les quatre sérotypes du virus de la dengue appartiennent tous à une seule espèce (virus de la dengue), bien qu’ils soient phylogénétiquement et antigéniquement très distincts. Ceci est justifié par le fait qu’ils co-circulent dans les mêmes zones géographiques et les mêmes habitats écologiques, et qu’ils exploitent des vecteurs identiques, présentent des cycles de vie et des manifestations pathologiques similaires (Tableau 1.Flavivirus).

Tableau 1.Flavivirus. Flavivirus regroupés par vecteur et par hôte.

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Espèce de virus	Nom du virus	Numéro d’accession	Abréviation du virus
Transmis par les tiques, hôte mammifère
Virus de la maladie de Chadgets Gully	Virus de la maladie de Chadgets Gully	DQ235145	GGYV
Kyasanur Virus de la maladie forestière	Virus de la maladie forestière de Kyasanur	AY323490	KFDV
	Virus de la fièvre hémorragique d’Alkhumra	AF331718	AHFV
Virus Langat	Virus Langat	AF253419	LGTV
Louping virus malade	Louping virus malade	Y07863	LIV
	Sous-type britannique	D12937	LIV-.Brit
	Sous-type irlandais	X86784	LIV-Ir
	Sous-type espagnol	DQ235152	LIV-Espagne
	Virus de l’encéphalite ovine turque de sous-type	DQ235151	TSEV
	Virus de l’encéphalite caprine grecque de sous-type	. virus sous-type	DQ235153	GGEV
Virus de la fièvre hémorragique d’Omsk	Virus de la fièvre hémorragique d’Omsk	AY193805	OHFV
Virus Powassan	Virus Powassan	L06436	POWV
	virus de la tique du cerf	AF311056	DTV
Virus Royal Farm	Virus Royal Farm	DQ235149	RFV
Virus de l’encéphalite à tiquetique	Sous-type européen	U27495	TBEV-Eur
	Sous-type extrême-oriental	X07755	TBEV-FE
	Sous-type sibérien	L40361	TBEV-Sib
Tick-transmis, hôte : oiseau de mer
Virus Meaban	Virus Meaban	DQ235144	MEAV
Saumarez Reef virus	Saumarez Reef virus	DQ235150	SREV
Tyuleniy virus	Tyuleniy virus	KF815939	TYUV
Probablement transmis par les tiques-tiques
Virus Kadam	Kadam virus	DQ235146	KADV
Mosquito-transmis, Groupe du virus Aroa
Virus Aroa	Virus Aroa	AY632536	AROAV
	Virus de Bussuquara	AF013366	BSQV
	Iguape virus	AF013375	IGUV
	Virus naranjal	AF013390	NJLV
Mosquito-transmis, Groupe du virus de la dengue
Virus de la dengue	Virus de la dengue 1	U88536	DENV-1
	Virus de la dengue 2	U87411	DENV-2
	Virus de la dengue 3	M93130	DENV-3
	Virus de la dengue 4	AF326573	DENV-4
Moustique, groupe des virus de l’encéphalite japonaise
Virus cacipacore	Virus cacipacoré	KF917536	CPCV
Virus de l’encéphalite japonaise
. japonais	Virus de l’encéphalite japonaise	M18370	JEV
Virus du Koutango	Virus du Koutango	AF013384	KOUV
Virus de l’encéphalite de Murray Valley	Virus Alfuy	AF013360	ALFV
	Virus de l’encéphalite de Murray Valley	AF161266	MVEV
Virus de l’encéphalite de St Louis	Virus de l’encéphalite de St. Louis	DQ525916	SLEV
Virus de l’utérus	Virus de l’utérus	AY453411	USUV
Virus du Nil occidental	Virus du Kunjin	D00246	KUNV
	Virus du Nil occidental	M12294	WNV
Virus Yaoundé	Virus Yaoundé	AF013413	YAOV
Mosquito-de moustiques, Groupe du virus Kokobera
Virus Kokobera	Virus Kokobera	AY632541	KOKV
	Virus Stratford	AF013407	STRV
Mosquito-transmis, Groupe du virus Ntaya
Virus Bagaza	Virus Bagaza	AY632545	BAGV
Ilheus virus	Ilhéus virus	AY632539	ILHV
	Rocio virus	AF013397	ROCV
Virus de la méningo-encéphalite de la dinde d’Israël	Virus de la méningo-encéphalite de la dinde d’Israël	Israël. meningoencephalitis virus	AF013377	ITV
Ntaya virus	Ntaya virus	JX236040	NTAV
Tembusu virus	Virus Tembusu	JF895923	TMUV
Zika virus	Virus Zika	AY632535	ZIKV
Mosquito-transmis par les moustiques, groupe des virus de la fièvre jaune
Virus Sepik	Virus Sepik	DQ837642	SEPV
Wesselsbron virus	Wesselsbron virus	EU707555	WESSV
Virus de la fièvre jaune	virus de la fièvre jaune	X03700	YFV
Probablement transmis par les moustiques.borne, Groupe du virus Kedougou
Virus Kedougou	Virus Kédougou	AY632540	KEDV
Probablement transmis par les moustiques, Groupe du virus Edge Hill
Virus Banzi	Virus Banzi	DQ859056	BANV
Virus Bouboui	Virus Bouboui	DQ859057	BOUV
Virus Edge Hill	Edge Hill virus	DQ859060	EHV
Jugra virus	Jugra virus	DQ859066	JUGV
Saboya virus	Virus Potiskum	DQ859067	POTV
	Saboya virus	DQ859062	SABV
Uganda S virus	Uganda S virus	DQ859065	UGSV
Vecteur inconnu, Groupe du virus de la chauve-souris d’Entebbe
Virus de la chauve-souris d’Entebbe	Virus de la chauve-souris d’Entebbe	DQ837641	ENTV
	Sokuluk virus	AF013405	SOKV
Yokose virus	Yokose virus	AB114858	YOKV
Vecteur inconnu, Groupe du virus Modoc
Virus Apoi	Virus Apoi	AF160193	APOIV
Virus de l’épine dorsale	Épine dorsale Ridge	AF013370	CRV
Jutiapa virus	Jutiapa virus	KJ469371	JUTV
Virus Modoc	Virus Modoc	AJ242984	MODV
Sal Vieja virus	Sal Vieja virus	AF013401	SVV
San Perlita virus	San Virus Perlita	AF013402	SPV
Vecteur inconnu, Groupe du virus Rio Bravo
Virus de la chauve-souris Bukalasa	Virus de la chauve-souris Bukalasa	AF013365	BBV
Virus de l’île de Carie	Virus de l’île de Carie	AF013368	CIV
Virus de la chauve-souris de Dakar	Virus de la chauve-souris de Dakar	AF013371	DBV
Montana virus de la leucoencéphalite à myotis	Montana virus de la leucoencéphalite à myotis	AJ299445	MMLV
Virus de la chauve-souris de Phnom Penh	Virus de la grotte de Batu	AF013369	BCV
	Virus de la chauve-souris de Phnom Penh	AF013394	PPBV
Virus Rio Bravo	Rio Bravo virus	AF144692	RBV

Espèce membre

Noms des virus, le choix des isolats exemplaires, et les abréviations de virus, ne sont pas des désignations officielles de l’ICTV.

Relié, virus non classés

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.flavivirus spécifiques aux insectes

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Nom du virus	Numéro d’accession	Abréviation du virus
Mammifères à tiques
.transmissible
Virus Karshi	DQ235147	KSIV
Mosquito-transmissible
Virus de la rivière Fitzroy	KM361634	FRV
Virus de Spondweni	DQ859064	SPOV
Virus T’Ho	EU879061
Favorivirus spécifiques des insectes
Favorivirus spécifiques des insectes
Flavivirus d’Aedes	AB488408	AEFV
Aedes galloisi flavivirus	AB639347	AGFV
Flavivirus de l’anophèle	KX148546	AnFV
Virus Calbertado	EU569288	CLBOV
Virus de l’agent de fusion cellulaire	M91671	CFAV
Virus de la Cuacua	KX245154	CuCuV
Culex flavivirus	GQ165808	CXFV
Culex theileri flavivirus	HE574574	CXthFV
Culiseta flavivirus	KT599442	CsFV
Virus Paraiso Escondido de l’Equateur	KJ152564	EPEV
Hanko virus	JQ268258	HaFV
Virus de la rivière Kamiti	AY149905	KRV
Virus Mercadeo	KP688058	MECDV
Flavivirus du moustique	KC464457	MoFV
Nakiwogo virus	GQ165809	NAKV
Nienokoue virus	JQ957875	NiFV
Virus Palm Creek	KC505248	PCFV
Virus de la rivière Parramatta	KT192549	PaRV
Quảng Bình virus	FJ644291	QBV
Xishuangbanna aedes flavivirus	KU201526	XFV
Flavivirus de Yamadai	AB981186	YDFV
Virus sans vecteur arthropode connu
Barkedji virus	KC496020	BJV
Virus de Cháoyáng	FJ883471	CHAOV
Donggang virus	JQ086551	DONV
Virus Ilomantsi	KC692067	ILOV
Virus de Kampung Karu	KY320648	KPKV
Lammi virus	FJ606789	LAMV
La Tina virus	KY320649	LTNV
Long Pine Key virus	KY290256	LPKV
Virus du moustique Marisma	MF139576	MMV
Virus Nanay	MF139575	NANV
Ngoye virus	DQ400858	NGOV
Virus Nhumirim	KJ210048	NHUV
virus du nounané	EU159426	NOUV
Tamana chauve-souris du Tamana	AF285080	TABV
Virus de type flavi-segmenté	.comme les virus
Virus de la tique de Jingmen	KJ001579 ; KJ001580; KJ001581; KJ001582	JMTV
Mogiana tick virus	JX390986; KY523073 ; JX390985; KY523074	MGTV
Virus de l’Alongshan	MH158415; MH158416; MH158417 ; MH158418	ASV
Virus du Culex du Guaïco	KM461666; KM461667; KM461668; KM461669 ; KM461670	GCXV
Shuangao insect virus 7	KR902717; KR902718; KR902719 ; KR902720	SAIV7
Virus de la puce de Wuhan	KR902713; KR902714 ; KR902715; KR902716	WHFV
Wuhan aphid virus 1	KR902721 ; KR902722; KR902723; KR902724	WHAV1
Wuhan aphid virus 2	KR902725 ; KR902726; KR902727; KR902728	WHAV2
Wuhan cricket virus	KR902709; KR902710 ; KR902711; KR902712	WHCV

Les noms et abréviations de virus ne sont pas des désignations officielles de l’ICTV.