Systemowa homeostaza żelaza jest koordynowana przez wątrobowy hormon hepcidin.1 Hepcydyna hamuje eksport żelaza przez komórkowy transporter żelaza ferroportynę, zapobiegając w ten sposób wchłanianiu żelaza i uwalnianiu przetworzonego lub zmagazynowanego żelaza do osocza, co skutkuje obniżeniem poziomu żelaza w osoczu.2 Produkcja hepcydyny zmienia się szybko i w dużym zakresie dynamicznym, aby zapewnić utrzymanie homeostazy żelaza. Hepcydyna jest tłumiona w warunkach wymagających zwiększonej podaży żelaza, takich jak stres erytropoezy, hipoksja, wzrost i ciąża.43 I odwrotnie, hepcydyna jest indukowana przez obciążenie żelazem, aby zapobiec gromadzeniu się nadmiaru żelaza, lub przez stan zapalny jako część odpowiedzi obronnej gospodarza na infekcję.65 Chociaż regulacja hepcydyny przez pojedyncze bodźce została dobrze zbadana, szczególnie w modelach zwierzęcych, nadal nie rozumiemy złożonego współdziałania przeciwstawnych sygnałów w regulacji ekspresji hepcydyny i homeostazy żelaza u ludzi.

W tym numerze Haematologica, Stoffel i wsp. donoszą o prospektywnym badaniu u młodych kobiet w celu oceny względnego udziału niedokrwistości z niedoboru żelaza i ostrego bodźca zapalnego w homeostazie żelaza7 (ryc. 1). Dobrze kontrolowane badanie objęło łącznie 46 kobiet: 25 bez niedokrwistości i 21 z niedokrwistością z niedoboru żelaza (IDA). W porównaniu z kobietami bez niedokrwistości, kobiety z niedokrwistością miały o 2 g/dL niższą hemoglobinę, niższe stężenie żelaza w surowicy, nasycenie transferyny, ferrytynę i zasoby żelaza w organizmie oraz wyższe stężenie erytropoetyny i receptora transferyny w surowicy. Z badania wykluczono osoby z czynnikami wpływającymi na metabolizm żelaza, w tym z istniejącym wcześniej stanem zapalnym, chorobą przewlekłą, otyłością, ciążą lub suplementacją witaminową i/lub mineralną przez dwa tygodnie przed i w trakcie badania. U wszystkich badanych wymodelowano ostry bodziec zapalny za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia szczepionki przeciwko grypie/dwuftheria-tetanus-pertussis. Zapalenie i markery żelaza były mierzone na linii podstawowej i 8, 24 i 36 godzin (h) po szczepieniu.

Rysunek 1.Projekt (A) i wyniki (B) prospektywnego badania u kobiet przez Stoffel et al.7. W badaniu oceniano względny udział niedokrwistości z niedoboru żelaza i ostrych bodźców zapalnych w homeostazie żelaza. h: godziny; d: dzień.

Badani otrzymywali również posiłki testowe zawierające Fe (nieradioaktywny izotop żelaza), które pozwalały na ocenę inkorporacji Fe przez erytrocyty jako miary wchłaniania żelaza. Pierwszy posiłek Fe i pierwszy pomiar Fe w erytrocytach zostały zakończone przed bodźcem zapalnym („linia podstawowa”). Drugi posiłek Fe podano 24 h po szczepionce, w czasie maksymalnego lub prawie maksymalnego wzrostu IL-6 i hepcydyny, a następnie wykonano drugi pomiar Fe w erytrocytach. Chociaż pomiary Fe erytrocytów zostały wykonane 19 dni po każdym spożyciu Fe, powinny one ściśle odzwierciedlać wchłanianie żelaza w dniu spożycia posiłku z następujących powodów. U ludzi, którzy nie są obciążeni żelazem, większość wchłoniętego żelaza jest ładowana na transferynę i jest przeznaczona do erytropoezy: eksperymenty z ferrokinetyką wykazały, że po spożyciu Fe około 82-91% zaabsorbowanego radiolabilnego żelaza jest wykrywane w erytrocytach po dwóch tygodniach.98 Ponadto czas życia erytrocytów wynosi około 120 dni, znacznie dłużej niż czas trwania badania Stoffel i wsp. Tak więc jakikolwiek efekt mylący recyklingu Fe-czerwonych krwinek i modulacji hepcydyny przepływów recyklowanego żelaza byłby minimalny.

Administracja szczepionki wywołała ogólnoustrojowy stan zapalny w obu kohortach kobiet, co zostało odzwierciedlone przez wzrost interleukiny-6 (IL-6), głównego regulatora produkcji hepcydyny. Pomimo tego, istniała zaskakująca różnica w odpowiedzi na hepcidin. Hepcydyna w surowicy wzrosła w grupie bez niedokrwistości w ciągu 24 h po szczepieniu, ale była niezmieniona w grupie IDA. IL-6 i hepcidin istotnie korelowały ze sobą w 24 h po szczepieniu tylko w grupie bez niedokrwistości, ale nie w grupie IDA. Poziom żelaza w surowicy odzwierciedlał odpowiedź hepcydyny: w kohorcie bez niedokrwistości zwiększenie stężenia hepcydyny w surowicy wiązało się ze zmniejszeniem stężenia żelaza w surowicy, podczas gdy w grupie IDA nie obserwowano zmiany stężenia żelaza w surowicy. Autorzy doszli zatem do wniosku, że podczas IDA regulacja hepcydyny przez żelazo i/lub aktywność erytropoetyczną zastępuje regulację hepcydyny przez ostry stan zapalny. Pomiar inkorporacji żelaza erytrocytów z posiłków testowych znakowanych Fe dostarczył cennego wglądu w absorpcję żelaza przed i po ostrym bodźcu zapalnym. Inkorporacja żelaza w erytrocytach była wyższa w IDA w porównaniu z osobami bez niedokrwistości we wszystkich badanych punktach czasowych, odzwierciedlając zwiększoną absorpcję żelaza w tej grupie. Co ciekawe, na inkorporację żelaza w erytrocytach nie miał wpływu stan zapalny w żadnej z grup, pomimo zwiększonego stężenia hepcydyny u kobiet bez niedokrwistości. Jak wskazują autorzy, możliwym wyjaśnieniem jest to, że enterocyty mogą być mniej wrażliwe na działanie hepcydyny niż makrofagi recyklingowe.10 Tak więc umiarkowany wzrost hepcydyny po szczepieniu u kobiet bez niedokrwistości mógł spowodować hipoferremię bez jednoczesnego wpływu na wchłanianie Fe w dwunastnicy, ponieważ stężenie żelaza w surowicy zależy głównie od eksportu żelaza przez makrofagi. Co ciekawe, w grupie bez niedokrwistości, inkorporacja Fe w erytrocytach była odwrotnie skorelowana z hepcydyną w surowicy zarówno na linii podstawowej (r=-0,792; P<0,001), jak i po szczepieniu (r=-0,708; P<0,001). To sugeruje, że w szerszym zakresie stężeń, hepcydyna moduluje wchłanianie żelaza, ale że zmiany hepcydyny po szczepieniu były zbyt małe, aby wywierać wpływ na enterocyty.

To badanie jest pierwszym, które testuje dynamiczną hierarchiczną regulację hepcydyny przez żelazo i zapalenie w dobrze kontrolowanym badaniu u ludzi i wykazało, że niedokrwistość z niedoboru żelaza wywierała dominujący wpływ nad ostrym zapaleniem w tym ustawieniu. Jaki jest mechanizm molekularny, który mógłby wyjaśnić tę obserwację? Promotor hepcydyny zawiera zarówno elementy odpowiedzi (RE) białka morfogenetycznego kości (BMP), jak i STAT3-RE.11 Regulacja hepcydyny pod wpływem żelaza odbywa się za pośrednictwem szlaku BMP-SMAD. Uważa się, że komórki śródbłonka zatok wątrobowych wydzielają BMP2 i BMP6 proporcjonalnie do zasobów żelaza w wątrobie;1312 ligandy te działają następnie w sposób parakrynny i wiążą receptory BMP oraz ich współreceptor hemojuvelinę (HJV) na hepatocytach, indukując fosforylację SMAD1/5. Fosforylowane SMAD1/5 tworzą kompleks z SMAD4, przemieszczają się do jądra hepatocytów i wiążą się z BMP-RE, aby indukować ekspresję hepcydyny. Uważa się, że stężenia holo-transferyny, które są wyczuwane przez białka TfR1/HFE i TfR2 na hepatocytach, również modulują tę samą ścieżkę sygnałową BMP w tych komórkach. Niskie zapasy żelaza i niski poziom krążącego żelaza (obserwowane w grupie IDA w tym badaniu), spowodowałyby zmniejszenie sygnalizacji BMP i niski poziom transkrypcji hepcydyny. Niski poziom hepcydyny pozwoliłby na zwiększone wchłanianie żelaza i jego mobilizację z magazynów. Jednakże, w obecności infekcji, zwiększona biodostępność żelaza staje się zagrożeniem, ponieważ patogeny również potrzebują żelaza do proliferacji i przeżycia. Jako część obrony gospodarza, hepcydyna jest indukowana przez infekcję i stan zapalny, aby ograniczyć dostępność żelaza dla patogenów. W regulacji hepcydyny w wyniku infekcji i zapalenia pośredniczy w dużej mierze IL-6.14 IL-6 wiążąc się ze swoim receptorem, IL-6Rα, i współreceptorem, gp130, powoduje fosforylację JAK1/2 w hepatocytach, które następnie fosforylują STAT3. To z kolei powoduje dimeryzację i translokację do jądra w celu indukcji ekspresji hepcydyny.

Co ważne, wykazano, że szlak BMP działa synergistycznie ze szlakiem STAT3 w celu indukcji transkrypcji hepcydyny. Zaburzenie BMP-RE w linii komórek wątroby upośledziło odpowiedź hepcydyny na IL-6.15 Badania z wykorzystaniem modeli mysich wykazały, że indukcja hepcydyny w odpowiedzi na zapalenie jest stłumiona, gdy wątrobowa sygnalizacja BMP jest genetycznie zaburzona.2016 Brak HJV lub ALK3 zapobiegał indukcji hepcydyny in vivo po zadziałaniu ostrego bodźca zapalnego (LPS lub IL-6).17 Podobnie u myszy pozbawionych Hfe i Tfr2 indukcja hepcydyny w odpowiedzi na LPS była również stępiona.16 Chociaż te badania na myszach nie modelowały niedokrwistości z niedoboru żelaza, takiej jak obserwowana u badanych w badaniu Stoffel i wsp.7, dostarczyły one dowodu zasady, że szlak BMP odgrywa ważną rolę w odpowiedzi hepcydyny na zapalenie.

Jednakże pozostaje do ustalenia, czy domniemane zmniejszenie sygnalizacji BMP-SMAD u badanych jest spowodowane niedoborem żelaza, czy niedokrwistością i zwiększoną aktywnością erytropoetyczną, czy też kombinacją tych czynników. Niedokrwistość indukuje wydzielanie erytropoetyny (EPO) przez nerki.21 EPO z kolei działa na erytroblasty szpiku kostnego, aby wywołać ekspresję erytroferronu (ERFE),22 a ERFE działa jak pułapka BMP, aby stłumić hepcidin.23 Chociaż EPO było podwyższone u uczestników IDA w tym badaniu, poziomy ERFE w surowicy nie zostały zmierzone, ale mogą zapewnić wgląd w udział niedokrwistości w stłumionej odpowiedzi hepcidin. Interesujące byłoby sprawdzenie, czy sam niedobór żelaza jest wystarczający, aby zapobiec indukcji hepcidin po ostrej stymulacji zapalnej. W rzeczywistości, osiem z 25 kobiet w grupie bez niedokrwistości były zrelacjonowane by być z niedoborem żelaza, ale nie były analizowane jak podgrupa by określić wkład niedokrwistości versus niedobór żelaza.

W dodatku do zbieżności sygnałów na promotorze hepcidin, inny aspekt by rozważyć w regulacji hepcidin jest względna siła i czas trwania każdego sygnału. W tym badaniu, niedokrwistość z niedoboru żelaza była stosunkowo łagodna (mediana hemoglobiny 11.3 g/dL), ale prawdopodobnie przewlekła. Sygnał zapalny był umiarkowany i prawdopodobnie przejściowy, z IL-6 wzrastającą około 2-3-krotnie po szczepieniu w porównaniu z wartością wyjściową. Indukcja hepcydyny była podobnie umiarkowana: w grupie bez niedokrwistości poziom hepcydyny wzrósł 2-krotnie do 24 h w porównaniu z wartością wyjściową. Czy silniejszy lub bardziej długotrwały bodziec zapalny, taki jak podczas aktywnego zakażenia, mógłby znieść wpływ IDA na hepcidin, pozostaje do ustalenia. Niemniej jednak, zgodnie z opinią Stoffel i wsp. w przekrojowym badaniu, w którym porównano pacjentów z niedokrwistością chorób przewlekłych (ACD) z pacjentami z IDA lub mieszanym stanem ACD/IDA, odnotowano, że stężenie hepcydyny było zwiększone u pacjentów z ACD w porównaniu z osobami z grupy kontrolnej, ale u pacjentów z mieszanym stanem ACD/IDA, pomimo podwyższonego stężenia IL-6, stężenie hepcydyny było porównywalne z obserwowanym u pacjentów z IDA.24

Podsumowując, dane uzyskane z dobrze zaprojektowanego i dobrze przeprowadzonego prospektywnego badania na ludziach przez Stoffel i wsp. wspierają wniosek, że podczas niedokrwistości z niedoboru żelaza, gdy wyzwanie stanowi umiarkowany, ale przejściowy ostry stan zapalny, nabywanie żelaza ma pierwszeństwo przed ograniczeniem żelaza. Pytania o molekularny mechanizm i względny udział aktywności erytropoetycznej i niedoboru żelaza w zapobieganiu indukowanemu przez zapalenie wzrostowi hepcydyny wciąż czekają na odpowiedź. Co ważne, to ludzkie badanie pionierskie analizy interakcji niedoboru żelaza i zapalenia, temat o wielkim znaczeniu dla projektowania i wdrażania polityki zapobiegania i leczenia niedokrwistości w regionach, gdzie niedobór żelaza, infekcje i zapalenie są zbyt powszechne.

Podziękowania i ujawnienia

Źródła wsparcia: NIH Ruth L. Kirschstein National Research Service Award T32-5T32HL072752-13 (do VS). EN jest udziałowcem i doradcą naukowym Intrinsic LifeSciences.

1. Ganz T. Systemic iron homeostasis. Physiol Rev. 2013; 93(4):1721-1741. PubMedhttps://doi.org/10.1152/physrev.00008.2013Google Scholar
2. Nemeth E, Tuttle MS, Powelson J. Hepcidin reguluje komórkowy efflux żelaza poprzez wiązanie się z ferroportyną i indukowanie jej internalizacji. Science. 2004; 306(5704):2090-2093. PubMedhttps://doi.org/10.1126/science.1104742Google Scholar
3. Sangkhae V, Nemeth E. Regulation of the Iron Homeostatic Hormone Hepcidin. Adv Nutr. 2017; 8(1):126-136. PubMedhttps://doi.org/10.3945/an.116.013961Google Scholar
4. Nicolas G, Chauvet C, Viatte L. Gen kodujący peptyd regulujący żelazo – hepcidin – jest regulowany przez niedokrwistość, hipoksję i stan zapalny. J Clin Invest. 2002; 110(7):1037-1044. PubMedhttps://doi.org/10.1172/JCI200215686Google Scholar
5. Cassat JE, Skaar EP. Żelazo w zakażeniu i odporności. Cell Host Microbe. 2013; 13(5):509-519. PubMedhttps://doi.org/10.1016/j.chom.2013.04.010Google Scholar
6. Arezes J, Jung G, Gabayan V. Hepcidin-induced hypoferremia is a critical host defense mechanism against the siderophilic bacterium Vibrio vulnificus. Cell Host Microbe. 2015; 17(1):47-57. PubMedhttps://doi.org/10.1016/j.chom.2014.12.001Google Scholar
7. Stoffel NU, Lazrak M, Bellitir S. Przeciwstawny wpływ ostrego zapalenia i niedokrwistości z niedoboru żelaza na hepcidin w surowicy i wchłanianie żelaza u młodych kobiet. Haematologica. 2019; 104(6):1143-1149. PubMedhttps://doi.org/10.3324/haematol.2018.208645Google Scholar
8. Marx JJ, Dinant HJ. Ferrokinetyka i wychwyt żelaza czerwonokrwinkowego w podeszłym wieku: dowody na zwiększoną retencję żelaza w wątrobie? Haematologica. 1982; 67(2):161-168. PubMedGoogle Scholar
9. Marx JJ. Normalne wchłanianie żelaza i zmniejszony wychwyt żelaza z krwinek czerwonych u osób starszych. Blood. 1979; 53(2):204-211. PubMedGoogle Scholar
10. Chaston T, Chung B, Mascarenhas M. Dowody na zróżnicowane działanie hepcydyny w makrofagach i komórkach nabłonka jelitowego. Gut. 2008; 57(3):374-382. PubMedhttps://doi.org/10.1136/gut.2007.131722Google Scholar
11. Truksa J, Lee P, Beutler E. Dwa elementy reagujące na BMP, STAT, i motywy bZIP/HNF4/COUP promotora hepcydyny są krytyczne dla responsywności BMP, SMAD1 i HJV. Blood. 2009; 113(3):688-695. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2008-05-160184Google Scholar
12. Canali S, Zumbrennen-Bullough KB, Core AB. Komórki śródbłonka wytwarzają białko morfogenetyczne kości 6 wymagane do homeostazy żelaza u myszy. Blood. 2017; 129(4):405-414. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2016-06-721571Google Scholar
13. Koch PS, Olsavszky V, Ulbrich F. Angiokrynna sygnalizacja Bmp2 w wątrobie murine kontroluje normalną homeostazę żelaza. Blood. 2017; 129(4):415-419. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2016-07-729822Google Scholar
14. Nemeth E, Rivera S, Gabayan V. IL-6 pośredniczy w hipoferremii zapalenia poprzez indukowanie syntezy hormonu regulującego żelazo – hepcydyny. J Clin Invest. 2004; 113(9):1271-1276. PubMedhttps://doi.org/10.1172/JCI200420945Google Scholar
15. Verga Falzacappa MV, Casanovas G, Hentze MW, Muckenthaler MU. A bone morphogenetic protein (BMP)-responsive element in the hepcidin promoter controls HFE2-mediated hepcidin hepatic expression and its response to IL-6 in cultured cells. J Mol Med. 2008; 86(5):531-540. PubMedhttps://doi.org/10.1007/s00109-008-0313-7Google Scholar
16. Wallace DF, McDonald CJ, Ostini L, Subramaniam VN. Blunted hepcidin response to inflammation in the absence of Hfe and transferrin receptor 2. Blood. 2011; 117(10):2960-2966. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2010-08-303859Google Scholar
17. Fillebeen C, Wilkinson N, Charlebois E, Katsarou A, Wagner J, Pantopoulos K. Hepcidin-mediated hypoferremic response to acute inflammation requires a threshold of Bmp6/Hjv/Smad signaling. Blood. 2018; 132(17):1829-1841. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2018-03-841197Google Scholar
18. Huang H, Constante M, Layoun A, Santos MM. Udział szlaków STAT3 i SMAD4 w regulacji hepcydyny przez przeciwstawne bodźce. Blood. 2009; 113(15):3593-3599. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2008-08-173641Google Scholar
19. Steinbicker AU, Sachidanandan C, Vonner AJ. Inhibicja sygnalizacji białka morfogenetycznego kości osłabia niedokrwistość związaną z zapaleniem. Blood. 2011; 117(18):4915-4923. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2010-10-313064Google Scholar
20. Mayeur C, Lohmeyer LK, Leyton P. Receptor BMP typu I Alk3 jest wymagany do indukcji ekspresji genu hepcydyny wątrobowej przez interleukinę-6. Blood. 2014; 123(14):2261-2268. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2013-02-480095Google Scholar
21. Haase VH. Regulacja erytropoezy przez czynniki indukowane hipoksją. Blood Rev. 2013; 27(1):41-53. PubMedhttps://doi.org/10.1016/j.blre.2012.12.003Google Scholar
22. Kautz L, Jung G, Valore EV, Rivella S, Nemeth E, Ganz T. Identification of erythroferrone as an erythroid regulator of iron metabolism. Nature Genet. 2014; 46(7):678-684. PubMedhttps://doi.org/10.1038/ng.2996Google Scholar
23. Arezes J, Foy N, McHugh K. Erytroferron hamuje indukcję hepcydyny przez BMP6. Blood. 2018; 132(14):1473-1477. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2018-06-857995Google Scholar
24. Theurl I, Aigner E, Theurl M. Regulacja homeostazy żelaza w niedokrwistości z przewlekłej choroby i niedokrwistości z niedoboru żelaza: implikacje diagnostyczne i terapeutyczne. Blood. 2009; 113(21):5277-5286. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2008-12-195651Google Scholar

.